source :
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0929693X12711156
Archives de pédiatrie
Volume 19, numéro 6S1
pages H8-H9 (juin 2012)
Volume 19, numéro 6S1
pages H8-H9 (juin 2012)
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http://medecinetropicale.free.fr/cours/testrapide.pdf Pierre Aubry, ancien professeur de médecine tropicale du service de santé des armées, professeur émérite à la Faculté de Médecine d’Antananarivo (Madagascar)
http://medecinetropicale.free.fr/cours/histoirepeste.htm
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Éléments indispensables pour un laboratoire de microbiologie dans les zones à moyens limités
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J. Raymond a, ⁎ ,
P. Imbert b
a Service de bactériologie, AP-HP, Hôpital Cochin, 27, rue du Faubourg Saint-Jacques, 75014 Paris
b Service de maternité-pédiatrie, Hôpital militaire Bégin, 69 avenue de Paris, 94160 Saint-Mandé, France
Auteur correspondant.
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Les maladies infectieuses
sont responsables de millions de décès chaque année, majoritairement
dans les pays en développement (PED). Chez le nouveau-né, l’infection
est également la principale cause de décès dans ces pays. Mais
l’identification des pathogènes responsables est souvent impossible par
manque de laboratoires de microbiologie et de systèmes de surveillance
efficace. La plupart des patients des PED n’ont pas accès aux examens de
laboratoire, pour des raisons géographiques (zones rurales) ou
économiques. Dans la majorité des cas, ils reçoivent des antibiotiques à
large spectre prescrits de manière empirique, au risque d’exercer une
importante pression de sélection. Quand un laboratoire existe, les
difficultés de stockage sont souvent à l’origine de dégradation des
produits réactifs, d’où des résultats erronés et de mauvaises
indications d’antibiothérapie. Face à toutes ces difficultés, il existe
pourtant des solutions pour un laboratoire minimum, qui s’appuient sur
des méthodes classiques ou sur des outils modernes.
Il constitue la base de la microbiologie.
Le frottis sanguin et la goutte épaisse restent les méthodes de référence selon l’Organisation mondiale de la santé.
L’examen microscopique
direct du LCR peut apporter une réponse rapide et fiable. Sa sensibilité
par rapport à la culture est de 60–90 %, meilleure pour S. pneumoniae et H. influenzae que pour N. meningitidis , L. monocytogenes ou M. tuberculosis .
Urines, pus d’abcès ou d’autres séreuses : l’examen direct peut suffire à guider l’antibiothérapie.
Dans tous les cas, le
recours à l’examen direct se heurte à la nécessité d’avoir un personnel
formé, un microscope en bon état et des réactifs non altérés. Ces
limites renforcent l’intérêt des outils modernes, notamment les tests de
diagnostic rapide (TDR) et la Polymerase Chain Reaction (PCR).
Un TDR obtient un
diagnostic biologique de certitude ou de quasi-certitude dans un délai
plus court que la technique de référence. La plupart des TDR sont conçus
pour être employés sur le terrain, dans l’urgence, avec des moyens
réduits. La simplicité de mise en œuvre, la conservation à température
ambiante, la réduction du nombre de réactifs au strict nécessaire,
l’absence d’équipements lourds pour la lecture et l’interprétation et le
faible encombrement, sont les principaux critères exigés d’un TDR. Les
supports les plus utilisés sont les cartes pour réactions
d’agglutination et les membranes de nitrocellulose au format de
bandelettes cartonnées ou plastifiées pour immunochromatographie (dipsticks
des auteurs anglophones). Cependant, ces notions évoluent avec
l’apparition d’automates de biologie moléculaire transportables et
utilisables sur le terrain.
Il existe plusieurs
méthodes : agglutination directe (ex. : sérogroupage des méningocoques),
agglutination de particules de[[page end]] latex sensibilisées par des
anticorpsanticorps (Ac) spécifiques dans les liquides biologiques
(sérumsérum, LCR, urines) (ex. : méningocoques, pneumocoques,
streptocoquestreptocoque B), immunocapture (ou immunochromatographie)
sur membrane (ex. : Clostridium difficile et sa toxine).
La séroconversion ou
l’ascension significative des titres d’Ac nécessite un délai moyen de 15
j, incompatible avec un diagnostic rapide. Mais la détection d’IgM
spécifiques est possible grâce à différents procédés d’immunocapture :
agglutination passive, inhibition de l’agglutination de particules
sensibilisées par des Ac (Ac anti-Salmonella Typhi) conjugués à des billes colorées, immunodot sur membrane (technique Elisa), immunochromatographie sur membrane.
L’utilisation d’automates
de PCR en temps réel peut être largement mise à profit pour le
diagnostic rapide. Parfaitement adaptés au terrain, ces tests peuvent
être utilisés par du personnel non spécialisé.
Depuis 2009, l’OMS
recommande, en zone d’endémie palustre, d’effectuer un TDR pour détecter
une antigénémie palustre. Ces tests sont très performants pour Plasmodium falciparum
, beaucoup moins pour les autres espèces plasmodiales. Plusieurs tests
validés sont disponibles sur le terrain. Leur utilisation a permis de
démontrer que la majorité des enfants fébriles souffraient non pas de
paludisme, mais d’infections autres.
Les infections
respiratoires aiguës basses sont responsables d’environ 1 million de
décès par an chez les enfants de moins de 5 ans. Outre le virus
grippalvirus grippal, d’autres agents viraux (Paramyxovirus influenzae , VRS, adénovirus) et bactériens (Chlamydia pneumoniae , Mycoplasma pneumoniae , Legionella pneumophila
), souvent isolés au cours de syndromes pseudo-grippaux, peuvent être
recherchés simultanément. Un TDR permettrait d’hospitaliser seulement
les pneumonies graves et de ne traiter avec des antibiotiques que des
pneumonies bactériennes. Le test rapide PCR pourrait être utile dans
cette situation. Pour les virusvirus, les tests disponibles sont la
grippe, l’adénovirus, le VRS (sensibilité et spécificité respectivement
de 80 et 95 % par rapport à l’isolement viral sur culture cellulaire).
Une PCR multiplex a été développée, permettant de détecter C. pneumoniae , M. pneumoniae et L. pneumophila en 4 à 6h, mais sonson application n’est pas réalisable sur le terrain. Certains contextes font rechercher des pathogènes spécifiques : Yersinia pestis , Bacillus anthracis , Mycobacterium tuberculosis multirésistant.
En ce qui concerne la peste, un TDR a été développé récemment à l’institut Pasteur de Madagascar. Il s’agit d’un test unitaire de type dipstick qui détecte l’antigèneantigène F1 spécifique de Y. pestis à partir de sérums ou de crachats.
Le diagnostic rapide de la tuberculose pose plus de problèmes. La PCR en temps réel sur du produit pathologique (LightCycler®) donne un résultat en 1h.
Cette technique détecte simultanément la résistance à la
rifampicinerifampicine et à l’isoniazideisoniazide dans le même tube de
réaction.
La détection directe d’antigènes capsulaires solubles de S. pneumoniae
dans le LCR est possible (Test Binax) avec d’excellentes performances.
La PCR permet un diagnostic rapide et fiable, même lorsque la culture
de la souche est impossible. L’identification et le groupage (A, B, C,
Y, W135 ) de N. meningitidis peuvent être effectués en quelques heures avec le test LightCycler®.
Des TDR pour les
entérovirus ont été développés. Un diagnostic rapide de différents
arbovirus (virusvirus West Nile, virusvirus des encéphalites équines de
l’est et de l’ouest, de l’encéphalite de Saint-Louis et de la dengue)
est disponible.
Les tests de diagnostic rapide VIH 1 et VIH 2 permettent un accès au screening dans les PED.
Il existe des TDR pour le streptocoquestreptocoque du groupe A, la mononucléose infectieuse et la diphtérie.
Le recours aux tests de
diagnostic rapide dans les PED devrait progresser dans les années à
venir, parce qu’ils s’adaptent de mieux en mieux aux situations
d’urgence et de précarité alors que leurs performances intrinsèques
s’améliorent. Leur utilisation se heurte pour l’instant surtout à leur
coût relativement élevé. De nouvelles technologies apparaissent, qui
révolutionneront probablement les pratiques futures.
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Les références complètes peuvent être obtenues sur demande auprès de l’auteur.
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